A.6 Probenahme- und Analysemethoden

I. Makrozoobenthosuntersuchungen

Untersuchungen der Baggergutablagerungsfläche Twielenfleth

(Fa. Krieg – Beratender Biologe)

Die Probenahme erfolgte mit einem Van Veen-Greifer (0,1 m² Oberfläche, max. 20 cm Grabtiefe, Volumen rd. 14 l), wobei grundsätzlich vier Bodenproben je Station entnommen worden sind. Je nach Sedimentart differierte der Befüllungsgrad zwischen 2/3 und 1/1 des Volumens. Bei geringerem Greiferinhalt wurde das Material verworfen. Zwei Greiferinhalte sind jeweils nacheinander in eine Wanne entleert und bearbeitet worden. Das Sediment ist mit Elbewasser verwirbelt und die entsprechenden Überstände über ein Sieb der Maschenweite 1.000 µm aufkonzentriert worden. Das dekantierte Material wurde aus dem Sieb in Kautex-Gefäße überspült. Das verbleibende Sediment ist anschließend portionsweise und möglichst schonend gesiebt worden (Maschenweite 1.000 µm). Beide Rückstände sind zu einem Kollektiv vereint worden (= 1.000 µm-Fraktion). Aus zwei weiteren, separaten Greiferinhalten sind im ganzen 6 Unterproben mit einem Stechrohr (Oberfläche des Unterprobenkollektivs 95 cm²) entnommen und ebenfalls zu einem Kollektiv vereinigt worden. Dies Material ist über ein Sieb mit der Maschenweite 250 µm eingeengt worden (= 250 µm-Fraktion). Alle Siebrückstände sind noch an Bord mit Formalin fixiert (Endkonzentration ca. 4 %) und mit Bengalrosa angefärbt worden.

Die relativ kleine Maschengröße 250 µm wurde gewählt, um gezielt die juvenilen Stadien der Tubificiden sowie die präsenten Propappiden, Enchytraeiden und Naididen quantitativ und qualitativ zu erfassen. Bei Einsatz der Standardmaschenweite 1.000 µm ist im limnischen und im Bereich der oberen Brackwassergrenze schlechterdings davon auszugehen, dass der Großteil dieser Oligochäten, selbst der Adulten, wortwörtlich "durch die Maschen schlüpft". Der Gebrauch dieser Maschenweite richtet sich ausschließlich auf die Erfassung des Makrozoobenthos (per Definition Tiere ³ 1 cm) - unter bewusster Vernachlässigung der o. g. kleinen Faunenelemente, die mit Sicherheit im Untersuchungsraum zahlenmäßig dominieren. Im vorliegenden Fall wurde eine Kombination aus beidem gewählt, um auch die subdominante bzw. rezente Makrofauna möglichst quantitativ zu dokumentieren.

Die weitere Bearbeitung der Proben erfolgte im Labor. Hier wurde das Material über einen Konzentrator der Maschenweite 200 µm gespült. Die Siebrückstände wurden in einer Sortierlösung (aus 5% Propylenglycol und 0,2% Propylenphenoxetol gelöst in Aqua dest.) zwischengelagert.

Das Sortieren (Trennung der Organismen vom Sediment) und z. T. auch das Zählen der rot gefärbten Tiere erfolgte portionsweise in speziellen Zählschalen unter dem Binokular bei 10 bis 40facher Vergrößerung. Da beim Siebvorgang die Oligochäten und Polychäten teilweise zerbrechen, was selbst bei schonender Arbeitsweise unvermeidlich ist, wurden nur vollständige Tiere oder abgetrennte Kopfsegmente gezählt. Bei Muscheln und Schnecken sind auch leere Schalen oder Gehäuse registriert worden; allerdings sind nur lebende Mollusken vermessen worden.

Die Artdetermination und quantitative Auswertung erfolgte mit Hilfe von Binokular (max. 320fache Vergrößerung) und Mikroskop (max. 1000fache Vergrößerung). Da in einigen Proben die Populationsdichte der Oligochäten sehr hoch war (> 200 Individuen), sind in solchen Fällen die Würmer im 10fach-Planktonteiler geteilt worden. Je nach Dichte wurden 3/10 bis 5/10 entnommen, mindestens aber 150 Tiere. Für die taxonomische Ansprache der Oligochäten sind sodann Dauerpräparate aus BERLESE’schem Aufhellungsgemisch hergestellt worden. Sämtliche Zählergebnisse sind auf einen Quadratmeter hochgerechnet angegeben.

Als Bestimmungsliteratur wurden die nachfolgenden Arbeiten herangezogen:

SPERBER (1950), BRINKHURST (1986), GLEDHILL et al. (1993), LINCOLN (1979), HEITKAMP (1986), SCHÖNBORN et al. (1993), MACAN (1994), WILLMANN (1989), SCHMEDTJE & KOHMANN (1992), VOIGT (1957), FLÖSSNER (1972), KIEFER & FRYER (1978), SCHELLENBERG (1942), GLÖER et al. (1978), BOETERS (1998).

Die Dominanzermittlung basiert auf HEYDEMANN (1975), wobei:

subrezent = Dominanzwert < 1%; rezent = Dominanzwert 1 - 2%; subdominant = Dominanzwert 2 - 5%; dominant = Dominanzwert 5 - 10%; eudominant = Dominanzwert > 10%.

Der Diversitätsindex wurde nach Shannon-Wiener und die Evenness nach Heip berechnet.

Untersuchungen in der Außen- und Unterelbe

(Fa. BIOCONSULT)

Außenelbe: Klappstelle und Umgebung 733-736,5:Im Gesamtgebiet dieses Bereichs wurden 23 Stationen beprobt, 5 Stationen auf einem Längsschnitt auf der Klappstelle und 18 Stationen in der Umgebung der Klappstelle.

Fahrrinne 732-740:In der Fahrrinne wurden 15 Stationen beprobt, die aus je 5 Querschnitten à 3 Stationen gebildet werden. Drei Querschnitte liegen auf der zu baggernden Strecke der Fahrrinne ( 734,5-737,5), je ein Querschnitt oberhalb ( 740) und unterhalb ( 732) der Baggerstrecke.

Transekt 736-Zehnerloch: Der untersuchte Transekt besteht aus 11 Stationen zwischen 736 und dem Zehnerloch, sechs der Stationen werden auch bei den Klappstellen- bzw. Fahrrinnenstationen berücksichtigt.

Unterelbe: Baggergutablagerungsfläche Twielenfleth ( 651,5-653,5): In diesem Gebiet wurden zwei Stationen beprobt.

Fahrrinne 649-653: In diesem Bereich erfolgte die Beprobung von 13 Fahrrinnen-Stationen auf einem Längsschnitt und 3 Querschnitten sowie auf 2 Referenzstationen. Die beiden Referenzstationen lagen außerhalb der Fahrrinne.

Referenz 647-648: Zwischen 647 und 648 wurden 7 Stationen beprobt, die als Referenzstandorte für die Fahrrinnen-Stationen zwischen 649-653 konzipiert wurden.

Methodik: An jeder Station wurden 6 van-Veen-Greifer à 0,1 m² entnommen. Der Befüllungsgrad der verwerteten Greifer betrug mindestens 75%. Greifer mit geringerer Füllung wurden verworfen. Jedem Greifer wurde mittels Stechrohr eine Unterprobe entnommen (Ø 5 cm). Der restliche Greiferinhalt wurde in eine Wanne überführt und anschließend über ein 1 mm Sieb gesiebt. Der Rückstand wurde in 70 %igem Alkohol zur taxonomischen Bestimmung fixiert. Die Stechrohr-Unterprobe wurde über ein 0,25 mm Sieb gesiebt und ebenfalls in Alkohol (70 %) fixiert. Im Labor wurden die Arten taxonomisch bestimmt, Muscheln wurden vermessen. Darüber hinaus wurden Schillbestandteile taxonomisch bestimmt. Von den lebenden Individuen wurde eine Belegsammlung angelegt. Berechnet wurde die Gesamtartenzahl/Station sowie die Diversität und Äquität (aus arith. Mittelwerten der Stationen) an den einzelnen Untersuchungsstationen. Die erfassten Taxa wurden in juvenile und adulte Individuen unterschieden.

Als abiotische Parameter wurden erhoben: Datum, Uhrzeit, Koordinaten (Gauß-Krüger), Tidephase, Wassertiefe, Temperatur (an einigen Stationen), Sedimentzusammensetzung (Fingerprobe). Die Dokumentation ist im Anhang III des Berichts beigefügt.

II. Messungen des Sauerstoffgehaltes und der physikalisch-chemischen Begleitparameter

Untersuchungen während der Baggermaßnahmen (Baggerung und Verklappung)

(Fa. BOILOG)

Probennahme: Alle Wasserproben wurden mit dem "GKSS-Elbeschöpfer" (optimierte MEYERsche Schöpfflasche) gewonnen, der eine auswechselbare Schott-Duran-Glasflasche (1000 ml) in definierten Tiefenstufen mit Probenwasser befüllt. Die Probennahme erfolgte sowohl mit einer Motorwinde als auch von Hand. Alle weiteren Messungen wurden mit Sonden direkt in der Glasflasche durchgeführt.

Salinität/Leitfähigkeit: DEV C8 - DIN EN 27888 bzw. ISO 7888 (Conduktometer WTW LF 191 mit WTW-Sonde LA 1/T)

pH-Wert: DEV C5 - DIN 38404 (pH-Meter WTW pH 91 mit WTW-pH-Elektrode SenTix 61)

Temperatur: DEV C4 - 2 DIN 38404 (elektrische Temperaturmessung mit WTW OXI 196 mit WTW-Sonde EOT 196)

Sauerstoff: Amperometrisch mittels membranbedeckter Sauerstoffsonde nach DEV G22 - DIN EN 25814 bzw. ISO 5814 (Microprocessor Oximeter WTW OXI 196 mit WTW-Sonde EOT 196)

Seston: Unter dem Begriff abfiltrierbare Stoffe (Seston) werden im Wasser befindliche ungelöste Stoffe - es können sowohl Sink-, Schweb- als auch Schwimmstoffe organischer und anorganischer Zusammensetzung sein - verstanden. Die Bestimmung der abfiltrierbaren Stoffe sowie ihres Glührückstandes erfolgte mittels Glasfaserfiltern nach DEV H2-3 DIN 38409. Der sogenannte Glühverlust entspricht dabei annähernd der partikulären organischen Substanz.

Sauerstoffzehrung (experimentell): In Anlehnung an die Bestimmung des biochemischen Sauerstoffbedarfs (BSB) wurde die aktuelle Sauerstoffkonzentration direkt nach der Probennahme gemessen. Hierzu wurde die Glasflasche (1000 ml) auf ein elektrisches Rührgerät (mit Magnetrührer) gestellt, so dass eine gleichmäßige Verteilung der Schwebstoffe im Probengefäß gewährleistet war und die Membran der Sauerstoffsonde zugleich eine konstante Anströmgeschwindigkeit erhielt. Anschließend wurde die Glasflasche mit einem Schraubdeckel verschlossen und 24 Stunden im Dunkeln bei Gewässertemperatur stehend exponiert, um dann in gleicher Weise erneut Temperatur, Sauerstoffkonzentration und -sättigung zu messen. Für eine korrekte Sauerstoff-Bestimmung wurde zuvor der Salzgehalt gemessen und direkt in das Sauerstoff-Messgerät eingegeben. Die Messung des pH-Wertes vor der ersten und nach der zweiten Sauerstoffmessung diente der Kontrolle zur Beurteilung des Einflusses der Primärproduktion auf den Sauerstoffgehalt in der Probenflasche. Die Differenz beider Sauerstoffmessungen ergab den hier beschriebenen experimentell ermittelten Sauerstoffzehrungswert über 24 Stunden. Diese sehr einfache Messung der Sauerstoffzehrung gibt erste Anhaltspunkte über den Einfluss mikrobieller Aktivitäten beim Abbau der organischen Substanz in einer Wasserprobe mit hohem Schwebstoffanteil. Eine Differenzierung der mikrobiologischen Prozesse (z.B. Nitrifikation) oder eine weitere Bewertung des Sauerstoffverbrauchs über einen längeren Zeitraum (z.B. wie beim BSB₅ oder BSB₂₀) erfolgte in der vorliegenden Untersuchung nicht.

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